microbiologia

1. CONSIDERAÇÕES GERAIS

Todo resultado liberado pelo laboratório de Microbiologia é conseqüência da qualidade da amostra recebida.

O material colhido deve ser representativo do processo infeccioso investigado, devendo ser eleito o melhor sítio da lesão, evitando contaminação com as áreas adjacentes.

A coleta ou transporte inadequados podem ocasionar falhas no isolamento do agente etiológico e favorecer o desenvolvimento da flora contaminante, induzindo a um tratamento inapropriado.

Portanto, procedimentos adequados de coleta devem ser adotados para evitar o isolamento de um "falso" agente etiológico, resultando numa orientação terapêutica inadequada.

a) Colher antes da antibioticoterapia, sempre que possível;
b) Instruir claramente o paciente sobre o procedimento;
c) Observar a anti-sepsia na coleta de todos os materiais clínicos;
d) Colher do local onde o microrganismo suspeito tenha maior probabilidade de ser isolado;
e) Considerar o estágio da doença na escolha do material. Patógenos entéricos, causadores de diarréia, estão presentes em maior quantidade e são mais facilmente isolados durante a fase aguda ou diarréica do processo infeccioso intestinal. Na suspeita de febre tifóide a fase da doença irá determinar o melhor local da coleta (sangue/fezes);
f) Quantidade suficiente de material deve ser coletado para permitir uma completa análise microbiológica. Caso a quantidade seja pequena, priorize os exames;
g) O pedido do exame deve conter dados como idade, doença de base e indicação do uso de antibióticos.

2. CONDIÇÕES DE SEGURANÇA

a) Utilizar as barreiras de proteção necessárias a cada procedimento;
b) Toda amostra deve ser tratada como potencialmente patogênica;
c) Usar frascos e meios de transporte apropriados;
d) Não manusear a amostra em trânsito: paciente > laboratório;
e) Não contaminar a superfície externa do frasco de coleta e verificar se o mesmo está firmemente vedado. Caso ocorram respingos ou contaminação na parte externa do frasco, proceder a descontaminação com álcool 70% ou outra solução descontaminante disponível;
f) Não contaminar a requisição médica que acompanha o material;
g) As amostras deverão ser transportadas em sacos plásticos fechados;
h) Identificar claramente a amostra coletada, com todos os dados necessários. Colocar a identificação no frasco de coleta e nunca na tampa ou sobre rótulos;
i) Encaminhar os materiais imediatamente ao laboratório.

2.1. Amostras não recomendadas para o exame microbiológico por fornecerem resultados questionáveis

AMOSTRA COMENTÁRIO
SWAB DE AMOSTRA DE QUEIMADURA. PROCESSAR BIÓPSIA OU ASPIRADO.
SWAB DE ÚLCERA DE DECÚBITO. PROCESSAR BIÓPSIA OU ASPIRADO.
SWAB DE ABSCESSO PERIRRETAL. PROCESSAR BIÓPSIA OU ASPIRADO.
SWAB DE LESÃO DE GANGRENA. PROCESSAR BIÓPSIA OU ASPIRADO.
SWAB DE LESÃO PERIODONTAL. PROCESSAR BIÓPSIA OU ASPIRADO.
SWAB DE ÚLCERA VARICOSA. PROCESSAR BIÓPSIA OU ASPIRADO.
VÔMITO. NÃO PROCESSAR.
MATERIAL DE COLOSTOMIA. NÃO PROCESSAR.
PONTA CATETER DE FOLEY. NÃO PROCESSAR.
ASPIRADO GÁSTRICO DE RECÉM-NASCIDO. NÃO PROCESSAR.

3. Critérios de rejeição para amostras clínicas enviadas ao Laboratório de Microbiologia
O recebimento criterioso das amostras clínicas pelo laboratório de microbiologia garante uma melhor correlação clínico-laboratorial.

3.1. Erros de identificação

1. Discrepância entre a identificação da amostra e o pedido médico;
2. Falta de identificação da amostra;
3. Origem da amostra ou tipo de amostra não identificada;
4. Teste a ser realizado não especificado.
3.2. Amostras inadequadas
1. Material clínico recebido em solução de fixação (formalina);
2. Ponta de cateter de Foley;
3. Urinas colhidas há mais de 24 horas que ficaram guardadas em geladeira;
4. Frascos não estéreis;
5. Swab seco;
6. Mais de uma amostra de urina, fezes, escarro, ferida colhidos no mesmo dia e da mesma origem;
7. Swab único com múltiplas requisições de testes microbiológicos;
8. Culturas para anaeróbios recebidas em condições inapropriadas.
Amostras com as características acima descritas são inadequadas e demandam um contato prévio com o médico solicitante para melhores esclarecimentos.

4. REQUISIÇÃO DE ANÁLISES MICROBIOLÓGICAS E IDENTIFICAÇÃO DAS AMOSTRAS

Todas as amostras deverão estar identificadas e acompanhadas de requisição devidamente preenchidas (com letra legível), contendo:

5. TRANSPORTE DAS AMOSTRAS Transportar as amostras IMEDIATAMENTE ao Laboratório para:

- assegurar a sobrevivência e isolamento do microrganismo, pois o Laboratório de Microbiologia trabalha basicamente em função da viabilidade dos microrganismos;
- evitar o contato prolongado dos microrgamismos com anestésicos utilizados durante a coleta, pois os mesmos poderão exercer atividade bactericida.
- evitar erros de interpretação nas culturas quantitativas, principalmente urina e lavado bronco alveolar.
Consulte o Laboratório para verificar a disponibilidade dos meios de transporte.
Caso a quantidade de material seja abundante, além dos meios de transporte, uma seringa com parte do material, sem a presença de ar, também deverá ser enviada.

5.1 TEMPO CRÍTICO PARA ENTREGA DA AMOSTRA AO LABORATÓRIO

5.2 MEIOS DE TRANSPORTE

AMOSTRA TEMPO CRÍTICO FRASCOS E MEIOS DE TRANSPORTE
LÍQUOR IMEDIATAMENTE (NÃO REFRIGERAR) TUBO SÊCO ESTÉRIL
LÍQUIDO PLEURAL IMEDIATAMENTE (NÃO REFRIGERAR) TUBO SÊCO ESTÉRIL OUINOCULADO DIRETO NOS MEIOS DE CULTURA PARA AUTOMAÇÃO (HEMOCULTURA)
SWAB IMEDIATAMENTE (NÃO REFRIGERAR) TUBO SÊCO ESTÉRIL OU MEIO SEMI SÓLIDO STUART
SUSPEITA DE ANAERÓBIOS 30 MINUTOS MATERIAL EM SERINGA, SEM CONTATO COM AR, TUBO SÊCO ESTÉRIL OU INOCULADO DIRETO NOS MEIOS DE CULTURA PARA AUTOMAÇÃO (HEMOCULTURA)
FERIDAS E TECIDOS 30 MINUTOS OU ATÉ 12 HORAS (MEIO DE TRANSPORTE) MATERIAL EM SERINGA, SEM CONTATO COM AR. OU MEIO SEMI SÓLIDO STUART.
HEMOCULTURA 30 MINUTOS (NÃO REFRIGERAR) FRASCOS COM MEIOS DE CULTURA PARA ROTINA MANUAL OU AUTOMAÇÃO.
TRATO RESPIRATÓRIO 30 MINUTOS TUBO SÊCO ESTÉRIL
TRATO GASTROINTESTINAL 1 HORA TUBO SÊCO ESTÉRIL
URINA ATÉ 1 HORA, SE REFRIGERADA POTE SÊCO ESTÉRIL.
FEZES ATÉ 12 HORAS SE EM MEIO DE TRANSPORTE CARY BLAIR, MEIO MODIFICADO PARA TRANSPORTE DE FEZES, COM pH 8,4 Boa recuperação também para Campylobacter sp. e Vibrio sp.

Adaptado de Division of Microbiology, University of Virginia Clinical Laboratories, Manual of Clinical Microbiology Practium - Accession Rotation, Charlottesville, Virginia, 1990.
Rotation, Charlottesville, Virginia, 1990.

6. INSTRUÇÕES DE COLETA

6.1 HEMOCULTURAS

Técnicas de coleta
Anti-sepsia

1. Lavar e secar as mãos;
2. Remover os selos da tampa dos frascos de hemocultura, e fazer anti-sepsia prévia nas tampas com álcool 70%;
3. Garrotear o braço do paciente e selecionar uma veia adequada. Esta área não deverá mais ser tocada com os dedos;
4. Fazer a anti-sepsia com álcool 70% de forma circular e de dentro para fora;
5. Aplicar solução de iodo (tintura de iodo 1 a 2% ou PVPI 10%), também com movimentos circulares e de dentro para fora. Para ação adequada do iodo, deixar secar por 1 a 2 minutos antes de efetuar a coleta;
6. Coletar a quantidade de sangue e o número de amostras recomendados de acordo com as orientações descritas ou discriminadas no pedido médico;
7. Remover o iodo do braço do paciente com álcool 70% para evitar reação alérgica;
8. Identificar cada frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao laboratório, juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
Observações:
1. Não é recomendada a técnica de coleta através de cateteres ou cânulas quando punções venosas podem ser utilizadas.
2. Punções arteriais não trazem benefícios na recuperação dos microorganismos quando comparadas com punções venosas.
3. Não se recomenda a troca de agulhas entre coleta e distribuição do sangue nos frascos específicos.
4. O método de coleta do sangue e o volume coletado influenciam diretamente no sucesso de recuperação de microorganismos e uma interpretação adequada dos resultados.
5. Cada instituição deverá ter suas normas de coleta particularizada de acordo com o tipo de sistema utilizado (Manual ou Automatizado) e do tipo de paciente.

Fatores que influenciam diretamente os resultados de hemoculturas:

1. Volume de sangue coletado por frasco.
O volume ideal corresponde a 10% do volume total do frasco de coleta. Quanto maior o volume de sangue inoculado no meio de cultura, por amostra, melhor a recuperação do microrganismo, respeitando-se a proporção sangue/meio citada, pois o sangue em desproporção com o meio pode inibir o crescimento de microrganismos. Frascos que possibilitem uma coleta de até 10ml são mais indicados.
Exemplo: frascos com 40ml: coletar de 4 a 5 ml de sangue. O anticoagulante recomendado é o SPS (Polianetolsulfonato sódico).
2. Método de anti-sepsia da pele é crítico
.O número de hemoculturas colhidas bem como o intervalo entre elas, apesar de importantes, em determinadas situações clínicas, não são consideradas críticas.

6.1.2. Identificação dos frascos e pedido médico

· Nome do paciente;
· Hora e local da coleta;
· Anotar uso de antibióticos;
· Possível diagnóstico.

6.1.3. Transporte

· Nunca refrigerar o frasco;
· Manter o frasco em temperatura ambiente e encaminhar o mais rápido possível para o laboratório.

6.1.4. Número de frascos

· Deverá ser considerado de acordo com a condição clínica do paciente;
· Um total de três culturas em 24 horas costuma ser suficiente para descartar bacteremias ou endocardite;
· Coletas acima de quatro amostras não trouxeram maior índice de recupe-ração microbiana em diferentes trabalhos clínicos.
Dados recentes sugerem que a coleta de frascos anaeróbios pode não ser relevante e sugere-se a coleta de dois frascos aeróbios, ou se indicado, um frasco específico para fungos.

6.1.5. Orientações

Colher antes da administração de antibióticos.
Adultos e adolescentes
· Endocardite Bacteriana Aguda: Coletar três amostras de punções venosas diferentes (braço direito e esquerdo), com intervalo de 15 a 30 minutos, 1-2 horas antes da antibio-ticoterapia.
· Endocardite Bacteriana Subaguda:Coletar três amostras, nas primeiras 24 horas, com intervalo mínimo de 15 minutos, com punções venosas diferentes. De preferência, colher as duas primeiras até do início da febre. Se após 24 horas de cultivo, não apresentarem crescimento bacteriano, colher mais três amostras.
· Infecções Sistêmicas e Localizadas: Sepsis aguda, Meningite, Osteomielite, Artrite ou Pneumonia Bacteriana Aguda: Coletar duas amostras de punções venosas diferentes, antes da antibioticoterapia, com intervalos de cinco minutos entre as punções. Se possível, 10 a 20 ml por amostra.
· Bacteremia de Origem Indeterminada: Coletar quatro a seis amostras de punções venosas diferentes em 48 horas. Se após 24 horas de cultivo, não apresentarem crescimento bacteriano, colher mais duas amostras.
· Paciente com picos febris regulares: Coletar não mais que três amostras antes do início da febre (1 hora) e evitar o pico febril.
Crianças
· Coletar amostras com 0,5 a 2ml. Duas culturas são recomendadas para diagnóstico de bacteremias em recém-nascidos.

6.2 PONTAS DE CATETER INTRAVASCULAR

Cateteres intravenosos são importantes fontes de bacteremia e fungemia, bem como causadores de complicações infecciosas no local da inserção. Quando existe suspeita de colonização no cateter, com a possibilidade de evolução para septicemia, a ponta do cateter deve ser cultivada.
Técnicas de retirada da ponta de cateter
Cultura semi-quantitativa (Método de Maki) da ponta de cateter é importante para determinar a relação entre colonização do cateter e sepsis. O resultado obtido, entretanto, depende de técnicas de retirada adequadas.
Deve ser salientado que os mesmos cuidados de desinfecção utilizados na introdução do cateter devem ser adotados no momento da retirada.

São eles:

1. Fazer uma rigorosa anti-sepsia da pele ao redor do cateter com álcool 70%, seguida de uma solução de iodo ( tintura de iodo 1 a 2% ou PVPI 10%), que deverá ser removida com álcool 70% para evitar queimadura pelo iodo ou reação alérgica;
2. Remover o cateter e, assepticamente, cortar 5 cm da parte mais distal, ou seja, a que estava mais profundamente introduzida na pele. Não usar tesouras embebidas em soluções anti-sépticas;
3. Colocar o pedaço do cateter num frasco estéril, sem meio de cultura. O material deve ser transportado imediatamente ao laboratório evitando sua excessiva secagem.
A presença de um número maior ou igual a 15 colônias de um único tipo de bactéria sugere que a ponta de cateter pode estar sendo fonte de infecção (método de Maki).
Cateteres aceitáveis para cultura semi-quantitativa:
Central, CVP, Hickman, Broviac, periférico, arterial, umbilical, hiperalimentação e Swan-Ganz.

6.3 PONTAS DE SONDA VESICAL

Não realizar cultura de ponta de sonda vesical, devido ao crescimento bacteriano representar a flora da uretra distal.
Recomenda-se cultura de urina após 48 horas da retirada da sonda na monitorização de processos infecciosos.
Uroculturas realizadas antes deste período podem fornecer resultados positivos sem necessariamente, estarem associados à infecção.

6.4 TRATO RESPIRATÓRIO

6.4.1. ESCARRO

Existem ocasiões nas quais o paciente deve participar ativamente da coleta de material, como o escarro. A melhor coleta é feita com a supervisão direta da equipe de enfermagem ou fisioterapêutica.
Lembrar que este material não é considerado ideal para a avaliação microbiológica do trato respiratório. Hemocultura, lavado brônquico ou aspirado transtraqueal podem fornecer resultados mais precisos.
1. Orientar o paciente da importância da coleta do escarro e não da saliva. As amostras de saliva são impróprias para análise bacteriológica, pois não representam o processo infeccioso;
2. Colher somente uma amostra por dia, se possível o primeiro escarro da manhã, antes da ingestão de alimentos;
3. Orientar o paciente para escovar os dentes, somente com água (não utilizar pasta dental) e enxaguar a boca várias vezes, inclusive com gargarejos;
4. Respirar fundo, várias vezes e tossir profundamente, recolhendo a amostra em um frasco de boca larga. Se o material obtido for escasso, coletar a amostra depois de nebulização;
5. Encaminhar imediatamente ao laboratório.
Na suspeita de infecção por micobactérias ou fungos, coletar pelo menos três amostras, em dias consecutivos (somente uma amostra por dia).
Em caso de pacientes com dificuldades para escarrar esta amostra poderá ser induzida por inalação ou ser realizada coleta por aspiração transtraqueal.

6.4.2. SECREÇÃO TRAQUEAL

A coleta deste material é realizada em pacientes entubados, através de sonda de aspiração.
Os resultados microbiológicos dessas amostras podem refletir colonização local, sendo a interpretação clínica extremamente complicada.
Como procedimento para diagnóstico etiológico de pneumonias hospitalares não recomendamos esse procedimento, que poderá levar a condutas terapêuticas inadequadas.

 

6.4.3. ATT - ASPIRADO TRANSTRAQUEAL
Procedimento realizado por equipe médica especializada.
O material é obtido diretamente por material transtraqueal, evitando-se com-taminação com o trato respiratório alto.

6.4.4. LAVADO BRONCO ALVEOLAR (BAL)
Utilizado para obtenção etiológica das pneumonias associadas a ventilação mecânica e em pacientes imunodeprimidos, sendo considerado o método mais fidedigno para investigação microbiológica do trato respiratório inferior.
Os agentes etiológicos da pneumonia estão geralmente presentes em altas concentrações nas secreções pulmonares ( >10 5 - 10 6 ufc/ml). O valor de corte sugerido para colonização e infecção é de 105 ufc/ml. Este valor foi determinado por alguns estudos, podendo ocorrer variações.
O tempo do transporte da amostra é essencial devendo estar em torno de 30 minutos, sendo o máximo aceitável de 1-2 horas.
O material deverá ser obtido antes das biópsias e de escovados para se evitar excesso de sangue.
Procedimento realizado por equipe médica especializada.
Colher as alíquotas em recipientes distintos:
1. A primeira alíquota deverá ser colocada em frasco identificado como primeira amostra (utilizada para esfregaços microbiológicos).
2.Todas as outras amostras poderão ser coletadas em um único frasco estéril (POOL). Somente esta amostra deverá ser utilizada para a cultura quantitativa, evitando falsas contagens.
Anaeróbios
Coletar tecido pulmonar, aspirado transtraqueal, aspirado percutâneo, aspirado transcutâneo e lavado brônquico via cateter protegido.

6.4.5. SECREÇÃO DE OROFARINGE
1. Solicitar ao paciente que abra bem a boca;
2. Usando abaixador de língua e swab estéril, fazer esfregaços sobre as amígdalas e faringe posterior, evitando tocar na língua e mucosa bucal;
3. Procurar o material nas áreas com hiperemia, próximas aos pontos de supuração ou remover o pus ou a placa, colhendo o material abaixo da mucosa;
4. Colher dois swabs;
5. Enviar imediatamente ao laboratório para evitar a excessiva secagem do material.
Coletar a amostra exatamente na área inflamada, evitando outros sítios na cavidade oral.
A contaminação com saliva, que contém uma flora bacteriana variada, pode dificultar o isolamento do verdadeiro agente infeccioso.
As amostras devem ser cultivadas para recuperação do Streptococcus pyogenes.

6.5 FLUIDOS ORGÂNICOS ESTÉREIS
(líquidos: pleural, ascítico, de articulações e outros)
1. Proceder anti-sepsia no sítio da punção com álcool 70% e com solução de iodo (tintura de iodo 1 a 2% ou PVPI 10%), que deverá ser removida após o procedimento, com álcool 70% para evitar queimadura ou reação alérgica.
2. Coleta por procedimento médico, obter a amostra através de punção percutânea ou cirúrgica. Quanto maior o volume da amostra maior a probabilidade de isolamento do agente etiológico.
3. O líquido coletado deve ser encaminhado em tubo seco e estéril ou inoculado diretamente nos frascos do equipamento de automação de hemoculturas.
4. Transportar imediatamente ao laboratório, sendo que a orientação do tipo de cultura (aeróbia, anaeróbia, fungos, micobactérias etc) deverá estar especificada no pedido médico.
Líquor
Proceder anti-sepsia no sítio da punção com álcool 70% e com solução de iodo (tintura de iodo 1 a 2% ou PVPI 10%), que deverá ser removida após o procedimento, com álcool 70% para evitar queimadura ou reação alérgica.
Procedimento realizado por equipe médica especializada.
Recomenda-se jejum.
Caso a coleta permita somente a disponibilidade de um tubo, o laboratório de Microbiologia deverá ser o primeiro a manipulá-lo.
Caso haja coleta de dois ou mais tubos, o laboratório de Microbiologia deverá ficar com o tubo que contiver menos sangue.
Ao transportar a amostra, nunca refrigerar.
Transportar a amostra imediatamente ao laboratório, acompanhada de pedido médico adequadamente preenchido, sendo a idade do paciente crítica.
Os exames a serem realizados devem ser especificados e priorizados de acordo com o volume coletado.

6.6 FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS
O termo "secreção de ferida" é inapropriado como informação da origem do materialcoletado. O sítio anatômico específico, bem como informações adicionais (material deferida superficial ou profunda), são extremamente valiosos para o laboratório, auxiliando na interpretação dos resultados.
1. As margens e superfície da lesão devem ser descontaminadas com solução de povidine - iodine (PVPI) e com soro fisiológico (metade/meta-de);
2. Proceder limpeza com solução fisiológica;
3. Coletar o material purulento localizado na parte mais profunda da ferida, utilizando-se, de preferência, aspirado com seringa e agulha. Quando a punção com agulha não for possível, aspirar o material somente com seringa tipo insulina;
4. Swabs (menos recomendados) serão utilizados quando os procedimentos acima citados não forem possíveis;
A escarificação das bordas após anti-sepsia pode produzir material seroso que deve ser encaminhado para cultura, pois é representativo.
Observações:
1. A descontaminação da superfície das lesões ou abcessos abertos, antes da coleta do material, é crítica para interpertação do resultado.
2. Não coletar o pus emergente, o material das margens da lesão e a parte mais profunda do sítio escolhido são mais representativos e possuem maior viabilidade de microrganismos.
3. A cultura de lesões secas e crostas não é recomendada, a menos que a obtenção de exsudato não seja possível.
4. A coleta de ferida de queimadura deve ser realizada após extensa limpeza e debridamento da lesão. Biópsia da pele é a técnica mais recomendada.
6.6.1. Anaeróbios
Aspirar o material com agulha e seringa após descontaminação da superfície com PVPI a 10% (deixar em contato com a superfície por um minuto). Quando o uso de agulha for contra-indicado, aspirar o material com cateter plástico flexível ou diretamente com seringa sem agulha.

6.7 TECIDOS

6.7.1. Considerações para coleta

CULTURA COMENTÁRIO

BACTÉRIAS Aspirado ou amostra de biópsia são preferíveis ao invés de swab.
ANAERÓBIOS Não é comum para queimaduras, úlceras, nódulos
ou infecções superficiais da pele; usado para
mordeduras e traumas.
FUNGOS Usado para diagnosticar dermatófitos, leveduras,
filamentos e fungos dimórficos.
MICOBACTÉRIAS Útil no diagnóstico de M.marinum, M.fortuitum e M.chelonei.
6.7.2 TECIDO ÓSSEO
1. Obter amostra óssea através de cirurgia;
2. Colocar num recipiente estéril contendo NaCl 0,85% estéril (solução fisi-ológica);
3. Não usar formalina.
6.7.3 TECIDO SUBCUTÂNEO E AMOSTRAS DE PELE
A superfície da ferida de queimadura estará colonizada pela microbiota do próprio paciente ou pelos microrganismos do meio-ambiente em que se encontra. Quando a colonização de bactérias for grande, pode ocorrer infecção subcutânea, resultando numa bacteremia. Cultura somente da superfície pode levar a erros, e é desaconselhável. Portanto, biópsia de tecido profundo é o mais indicado. Os microorganismos não ficam distribuídos somente na ferida queimada, por isso, recomenda-se coletar amostras de áreas adjacentes à queimadura.
1. Desinfectar a superfície com solução degermante. Deixar secar antes de coletar a amostra.
2. Coletar amostra de punção de biópsia (3 a 4mm) para cultura.
6.7.4 BIÓPSIAS DE PELE
1. Descontaminar a superfície com solução de iodo (titura de iodo 1 a 2% ou PVPI a 10%), que deverá ser removida com solução fisiológica para evitar queimadura e reação alérgica.
2. Procedimento médico, coletar 3 a 4 mm de amostra.
3. Colocar num recipiente estéril, sem formalina, com meio de cultura líquido fornecido pelo laboratório.
6.7.5 LESÕES SUPERFICIAIS - COLETA PARA FUNGOS
1. Limpar a superfície com água destilada ou soro fisiológico estéreis; não utilizar iodo;
2. Usando um bisturi, raspar as margens da lesão;
Observações
· Amostra do couro cabeludo inclui cabelo, que é seletivamente coletado para exame;
· Amostra de unha - obter raspado e/ou material abaixo da unha.
Os materiais obtidos podem ser colocados em placa de Petri estéril e identificados separadamente para cada sítio a ser investigado (por exemplo, unha da mão direita, raspado do pé esquerdo, raspado da região plantar etc).
6.7.6 Anaeróbios
Aspirar o material com agulha e seringa após desinfecção da área ou coletar pequena amostra de curetagem de tecido profundo ou bordas.
6.8 SECREÇÃO DE OUVIDO

1. Limpar a parte externa do ouvido com uma solução degermante suave.
2. Obter, com auxílio de um swab, o material da parte mais profunda, incluindo secreções "frescas". Evitar tocar nas paredes externas do ouvido.
3. Coletar dois swabs em meios de transporte indicados.
4. Identificar e enviar ao Laboratório imediatamente, evitando a excessiva secagem do material. Amostras do lado direito e esquerdo devem ser identificadas.
Nao recomenda-se uso de swabs para coleta de material para diagnóstico de infecção de otite media. A flora do canal externo do ouvido pode contaminar a secreção , dificultando a interpretação clínica do crescimento bacteriano, podendo levar a conclusões inadequadas.
O material de escolha é o aspirado atrás do timpano. O fluido do ouvido interno representa o processo infeccioso e nao a flora do canal externo.
Um pequeno swab poderá ser utilizado somente em casos da ruptura expontânea da membrana do timpano .
Timpanocentese costuma ser dolorida e é realizada somente em criancas pequenas e pacientes com otite crônica

6.9 SECREÇÃO DE OCULAR

As culturas deverão ser coletadas antes da aplicação de antibióticos, soluções, colírios ou outros medicamentos.
1. Desprezar a secreção purulenta superficial e, com swab, colher o material da parte interna da pálpebra inferior.
2. Identificar corretametne a amostra e enviar imediatamente ao Laboratório, evitando a excessiva secagem do material.

6.10 MATERIAL GENITAL

6.10.1 CONSIDERAÇÕES GERAIS:
1. A seleção de materiais genitais, bem com sua coleta adequada são fatores importantes na interpretação das culturas deste tipo de material, uma vez que estes possuem uma quantidade grande de microrganismos comensais.
2. Culturas vaginais de rotina não são indicadas devido ao motivo exposto acima.
3. Culturas anaeróbias são limitadas a certos materiais, conforme tabela acima.
4. Muitos agentes de infecção genital em mulheres são limitados a certos sítios anatômicos, conforme tabela acima.
5. Nos casos de suspeita de infecção por Chlamydia trachomatis deverá ser solicitado exame por imunofluorescência ou por biologia molecular (PCR). Existe uma associação entre infecções por Chlamydia trachomatis e Neisseria gonorrhoeae.
6. Material purulento proveniente da glândula de Bartholin, poderá ser obtido diretamente do ducto, após massagem digital ou colhida através de seringa.
7. Endométrio
Este tipo de material é melhor coletado por curetagem. Recomenda-se o uso de swabs protegidos para coleta via cervix, para se evitar contaminação com flora vaginal.
8. DIP ( Doença Inflamatória Pélvica).
O material é coletado por técnica invasiva.
Liquido peritoneal pode ser coletado por aspiração do fundo de saco vaginal (culdocentese). Material retirado diretamente dos ovários ou trompas são coletados cirugicamente.
9. Vulva.
Raspados, aspirados ou biopsia não tem muito valor para cultura a não ser em casos de suspeita de Sífilis . Nos casos de suspeita de sífilis a lesão deverá sofrer uma abrasão cuidadosa com gaze sêca até que um fluido seroso comece a fluir, tomando cuidado para evitar sangramentos, o que acarreta interferências com o exame em campo escuro. Depois de haver acúmulo de fluido seroso, colocar uma gota em uma lâmina limpa e examinar imediatamente .
10. DIU
São removidos cirugicamente evitando-se contaminação cervical ou vaginal. Coloque todo o DIU dentro de um recipiente estéril para ser transportado para o Laboratorio.
11. Infeções por Chlamydia trachomatis
Não aceitar secreção vaginal para pesquisa de Chlamidia, uma vez que este microrganismo nao pode crescer nas células epiteliais escamosas da vagina. Chlamydia são parasitas intracelulares obrigatórios do epitélio colunar do cérvix. Realizar coleta de material endocervical, raspando-se o endocervix para se obter células e secreção. O swab deverá ser inoculado imediatamente em meio de transporte especial ou preparar as lâminas para coloração especial.
12. Detecção de Estreptococos do grupo B em mulheres
Culturas cervicais não são aceitáveis e não se deve utilizar espéculos. Sugere-se coleta com swab do introito vaginal e outro do orificio anoretal. Os swabs devem ser colocados em meios de transporte.
13. Secreção Prostática
Poderá ser coletado após massagem digital pelo reto, podendo ser acompanhadas de amostras de urina pré e pós massagem. O material ejaculado também poderá ser submetido a análise.
14. Na suspeita de Neisseria gonorrhoeae em mulheres, a cultura é o método de escolha, sendo o material coletado do endocervix. O encaminhamento deve ser feito em meios de transporte ou plaqueado imediatamente.

6.10.2 SECREÇÃO URETRAL

1. Desprezar as primeiras gotas da secreção.
2. Coletar a secreção purulenta, de preferência pela manhã, antes da primeira micção ou estar há pelo menos 1 hora ou mais sem ter urinado.
3. Coletar com alça de platina descartável ou swab estéril fino.
4. Colocar a amostra em meio de transporte e realizar as lâminas para bacterioscopia da secreção fresca.
5. Encaminhar imediatamente para o Laboratório.
Da rapidez na entrega da amostra ao Laboratório depende o sucesso da cultura.
N.gonorrhoeae é uma bactéria muito sensível e pode morrer rapidamente se não for semeada imediatamente após a coleta.
Em paciente assintomáticos, deve-se coletar a amostra através de massagem prostática ou com pequeno swab inserido alguns centímetros na uretra.

6.10.3 SECREÇÃO CERVICAL E VAGINAL

CONSIDERAÇÕES PARA COLETA DE EXAMES MICROBIOLÓGICOS:
AMOSTRA A SER COLETADA EXAMES REALIZADOS MATERIAL NECESSÁRIO
PARA COLETA
SECREÇÃO VAGINAL BACTERIOSCOPIA DOIS SWABS SECOS PARA DUAS LÂMINAS
CULTURA PARA FUNGOS DOIS SWABS COM MEIO DE TRANSPORTE
SECREÇÃO ENDOCERVICAL BACTERIOSCOPIA DOIS SWABS SECOS PARA DUAS LÂMINAS
CULTURA PARA MICOPLASMA E UREAPLASMA MEIO DE TRANSPORTE ESPECÍFICO
PCR PARA CHLAMYDIA MEIO DE TRANSPORTE ESPECÍFICO
PCR PARA HPV MEIO DE TRANSPORTE ESPECÍFICO

6.10.4 PREPARO DA PACIENTE:
Recomenda-se:
· Não estar menstruada.
· Evitar ducha e cremes vaginais na véspera da coleta.
· Três dias de abstinência sexual.

6.10.5 COLETA VAGINAL

1. Inserir um espéculo (sem lubrificante, usar água morna) na vagina e retirar o excesso de muco cervical com swab de algodão.
2. Em sequência, inserir os swabs indicados, rodar por alguns segundos sobre o fundo de saco, retirar e voltar aos meios indicados no kit:
· Swab seco: realizar as lâminas para bacterioscopia da secreção fresca.
· Swab do meio de transporte para cultua aeróbia/fungos.

6.10.6 COLETA ENDOCERVICAL

1. Inserir um espéculo (sem lubrificante) na vagina e retirar o excesso de muco cervical com swab de algodão.
2. Em sequência, inserir os swabs indicados no canal endocervical até a ponta do cotonete não ser mais visível, rodar por alguns segundos, retirar evitando o contato com a parede vaginal, e voltar aos meios indicados no kit.
· Swab seco: realizar as lâminas para bacterioscopia da secreção fresca.
· Swab seco: Mycoplasma/Ureaplasma- mergulhar o cotonete dentro da solução do tubo fornecido e agitar. Remova o cotonete e identifique o tubo.
· Swab do meio de transporte específico Chlamydia trachomatis - mergulhar o cotonete dentro da solução do tubo fornecido e agitar vigorosamente.
Aperte o cotonete contra a parede do tubo.
Qualquer excesso de muco deve ser retirado da amostra.
Remova o cotonete e identifique o tubo.
· Escova no meio de transporte específico para Herpes.

6.10.7 ANAERÓBIOS

1. Descontaminar o canal cervical com swab embebido de PVPI 10%.
2. Coletar amostra do trato genital superior de forma a obter material celular da parede uterina.
3. Amostras coletadas por laparoscopia, culdocentesis ou cirurgia também são apropriados para cultura de anaeróbios.
4. Cultura de dispositivo intrauterino (DIU) é estratégico para cultivo anaeróbio de Actinomyces sp.
AMOSTRAS E SÍTIOS GENITAIS PARA CULTURA
NÃO INDICADOS PARA O CULTIVO DE ANAERÓBIOS INDICADOS PARA O CULTIVO DE ANAERÓBIOS
TRATO FEMININO Endocervix Placenta (origem de cezária)
Vagina Endometrio
Uretra Trompa de Fallopio
Placenta Aspirado cervical
Vulva Ovário
Genital feminino Glândulas de Bartholin
Períneo

TRATO MASCULINO Uretra
Fluido prostático
Fluido seminal
 

6.11 SECREÇÃO ANAL

1. Inserir um swab cerca de 1 cm do canal anal e fazer movimentos de lado a lado para coletar material das criptas anais.
2. Colocar a amostra em meio de transporte e enviar o swab imediatamente ao Laboratório.
CONSIDERAÇÕES PARA COLETA DE SECREÇÕES DO
TRATO ANO-GENITAL
CULTURA AMOSTRA RECOMENDADA
Bactéria Fluido prostático, cervical, vaginal
Fungo Anal, vaginal ou cervical
Anaeróbio Aspirado do epidídimo, fluido amniótico, fluido de abscesso.
Trichomonas vaginalis Vaginal, fluido prostático
Neisseria gonorrhoeae Cervical, uretral, anal
Chlamidia trachomatis Raspado uretral ou cervical
Treponema pallidum Lesão genital.
OBS: lesões segundárias de sífilis são mais comumente encontradas em membranas mucosas e pele (incluindo palmas das mãos e sola dos pés) mas qualquer parte do corpo pode estar envolvida.
Haemophylus ducrey Úlcera da área perianal e genitália e nódulo inguinal.
* Modificado de Isenberg, H.D. Clinical Microbiology Procedures Handbook.
American Society for Microbiology, Washington, D.C., 1997.

6.12 URINA

INSTRUÇÕES PARA COLETA DE URINA (sexo feminino)
1. Remover toda a roupa, da cintura para baixo e sentar no vaso sanitário.
Separar as pernas tanto quanto for possível.
2. Afastar os grandes lábios com uma das mãos e continuar assim enquanto fizer a higiene e coleta do material.
3. Usar uma gaze embebida em sabão neutro, lavar de frente para traz e certificar-se que está limpando por entre as dobras da pele, o melhor possível.
4. Enxaguar com uma gaze umedecida, sempre no sentido de frente para traz.
5. Continuar afastando os grandes lábios para urinar. O primeiro jato de urina deve ser desprezado no vaso sanitário. Colher o jato médio urinário no frasco fornecido pela enfermagem (um pouco mais da metade do frasco). Evite encher o frasco.
6. Fechar bem o frasco e caso haja algum respingo na parte externa do frasco, lave-o e enxugue-o.

INSTRUÇÕES PARA COLETA DE URINA NA PESQUISA DE BAAR
(Bacilos Álcool Ácido resistentes)
Para um isolamento de micobactérias, recomenda-se que as amostras sejam colhidas:
1. Primeira urina da manhã, após higienização, desprezando o primeiro jato e colhendo toda a urina no frasco fornecido.
2. Fazer a coleta durante três dias consecutivos (uma amostra por dia), enviando as amostras diariamente ao Laboratório.
3. Toda solicitação de pesquisa de BAAR em urina deve ser acompanhada de cultura para BAAR, pois somente a pesquisa direta, que apresenta baixa sensibilidade, muitas vezes fornece resultados falso negativos.

Considerações gerais sobre a coleta de urina:

A coleta de amostras do sexo feminino deve ser supervisionada pessoalmente por uma enfermeira ou auxiliar treinada.
O processamento laboratorial deve ser feito dentro de 30 minutos ou, se não for possível, as amostras deverão ser conservadas a temperatura de 4 graus C, até o momento da semeadura.
Adultos:
Proceder a higienização da genitália externa, com água e sabão neutro.
Coletar o jato médio, preferencialmente da primeira micção do dia, ou então após retenção vesical de 2 a 3 horas.
Pacientes sem controle da micção:
No caso das crianças, fazer uso de saco coletor.
Fazer higienização prévia com água e sabão neutro. Caso não haja micção, trocar o saco coletor a cada 30 minutos, repetindo-se a higienização.
Paciente cateterizados com sistema de drenagem fechada:
Colher a urina puncionando-se o cateter na proximidade da junção com o tubo de drenagem. Não colher a urina da bolsa coletora.
No pedido laboratorial deverá constar que o paciente está cateterizado
Punção suprapúbica:
Indicada em casos duvidosos de infeccão urinária, em recém-nascidos ou crianças pequenas, quando há contra-indicação de cateterização ou suspeita de infecção por bactérias anaeróbias ou fungos.
Observação:
Não aceitar, sem excessões, as coletas de 24 horas dos materiais clínicos para cultura, particularmente, de urina para o isolamento de micobactérias, devido a possível contaminação do material.

6.13 FEZES

Devem ser coletadas no início ou fase aguda da doença, quando os patógenos estão usualmente presentes em maior número e, preferencialmente, antes da antibioticoterapia.
1. Coletar as fezes e colocar em um frasco contendo o meio para transporte (Cary Blair), fornecido pelo Laboratório, em quantidade equivalente a uma colher de sobremesa. Preferir sempre as porções mucosas e sanguinolentas.
2. Fechar bem o frasco e agitar o material.
3. Se a amostra não for entregue no Laboratório em uma hora, conservar em geladeira à 4 graus, no máximo por um período de 12 horas. Marcar o horário da coleta.

COLETA DE SWAB RETAL
1. Usar swab de algodão, certificando-se que a ponta da haste que suporta o algodão está bem revestida.
2. Umedecer o swab em salina estéril (não use gel lubrificante) e inserir no esfíncter retal, utilizando movimentos rotatórios.
3. Ao retirar, certifique-se que existe coloração fecal no algodão. O número de swab depende do tipo de investigação solicitada.
4. Identificar a amostra e enviar ao Laboratório no intervalo de 30 minutos ou utilizar o meio de transporte Cary Blair fornecido.

7.0 ANAERÓBIOS

PRINCÍPIO
Anaeróbios podem estar envolvidos em infecções nas mais diversas partes do organismo humano. A coleta deve ser feita evitando-se contaminação com a flora normal endógena.
A solicitação médica deve constar também cultura para germes aeróbios.
A boa comunicação entre o corpo clínico e o Laboratório fornecendo informações como impressão clínica, estado do paciente ou suspeita de organismo incomum assegura o sucesso da cultura anaeróbia.

COLETA DA AMOSTRA
Sempre que possível, mediante uma solicitação de cultura para anaeróbios, a amostra deve ser coletada através de aspirado com agulha e seringa ou através de fragmentos do tecido infectado.
A coleta com swab é a menos recomendada pelas seguintes razões:
· O material pode ser facilmente contaminado com organismos presentes na pele ou superfície mucosa.
· Os anaeróbios ficarão expostos ao oxigênio ambiente.
· O material está sujeito a secagem excessiva.
· A quantidade de material encaminhada é relativamente pequena.
· Swabs são menos satisfatórios que os aspirados para preparação de esfregaços utilizados na análise microscópica, assim como para exame direto macroscópico (grânulos de enxofre - típico em actonimicose).
· O uso de swabs com meios de transporte específicos deverá ser utilizado como última opção. · · · · · ·

AMOSTRAS ACEITÁVEIS PARA CULTURA DE ANAERÓBIOS
SÍTIO AMOSTRA ACEITÁVEL AMOSTRA INACEITÁVEL
CABEÇA E PESCOÇO
· Aspirado do abscesso coletado com agulha e seringa após descontaminação da superfície.
· Material de biopsia coletado por cirurgia.
· Swab obtido por cirurgia quando for impraticável a aspiração. · · · · Swab de orofaringe e nasofaringe
· Swab gengival
· Material superficial coletado com swab ·
PULMÃO · Aspirado transtraqueal
· Material obtido de punção pulmonar percutâneo.
· Material de biopsia obtido por cirurgia.
· Amostra broncoscópica obtida com cateter "double-lumen" evitando contaminação. · · · · Escarro expectorado
· Escarro induzido
· Aspirado endotraqueal
· Material broncoscópico não coletado adequadamente. ·
SNC · Líquor
· Aspirado de abscesso obtido com agulha e seringa.
· Material de biópsia obtido por cirurgia. · · · · Swab aeróbio (comum) ·
ABDOMEN · Fluido peritoneal obtido com agulha e seringa.
· Aspirado de abscesso obtido com agulha e seringa.
· Bile
· Material de biópsia obtido por cirurgia. · · · · Swab aeróbio (comum) ·
TRATO
URINÁRIO · Aspirado suprapúbico. · · · · Urina
Urina de cateter
TRATO
GENITAL
FEMININO · Material de laparoscopia
· Aspirado endometrial obtido por sucção ou curetagem após descontaminação.
· Material de biópsia obtido por cirurgia.
· DIU (Dispositivo intrauterino), somente para Actinomyces sp. · · · · Swab vaginal ou cervical ·
OSSOS E
ARTICULAÇÕES · Aspirado obtido com agulha e seringa.
· Material de biópsia obtido por cirurgia. · · · Material de superfície coletado com swab.
TECIDOS
MOLES · Aspirado obtido com agulha e seringa.
· Material de biópsia obtido por cirurgia.
· Aspirado do trato sinusal obtido com cateter plástico.
· Aspirado profundo de ferida aberta obtido após descontaminação da pele. · · · · Material de superfície coletado da pele ou bordos da ferida.
Material coletado com swab.
ESTÔMAGO
E INTESTINO
DELGADO · Somente na Síndrome de Alça Cega ou Síndrome de Má Absorção. · · ·
INTESTINO
GROSSO · Somente para cultura ou pesquisa de toxinas quando houver suspeita de C. difficile ou C. botulinum. · · ·
Modificado de Isenberg, H.D. Clinical Microbiology Procedures Handbook.
American Society for Microbiology, Washington, D.C., 1997.

TRANSPORTE DA AMOSTRA
· O material aspirado deve ser precedido da eliminação do ar residual.
· Transportar na própria seringa da coleta, com agulha obstruída, em tubo sêco estéril ou inoculado direto nos meios de cultura para automação (hemoculturas).
· O meio de cultura do equipamento de automação-hemoculturas pode ser utilizado para triagem de qualquer tipo de amostra, desde que haja quantidade suficiente, e constitui o mais indicado para transporte por ser um sistema fechado. ·

TEMPO DE TRANSPORTE x VOLUME DE AMOSTRA E/OU
MÉTODO COLETADO
AMOSTRA TEMPO ÓTIMO PARA TRANSPORTE
AO LABORATÓRIO
Aspirados:
- inferior a 1 ml
- superior a 1 ml £ 15 minutos - Temperatura Ambiente.
£ 30 minutos - Temperatura Ambiente.
Meio de transporte anaeróbio £ 2 horas - Temperatura Ambiente.
Tecido ou material de biópsia:
- recipiente estéril.
- meio de transporte ou bolsa
anaeróbia. £ 30 minutos - Temperatura Ambiente.
£ 2 horas - Temperatura Ambiente.
Swabs anaeróbios:
- em tubo com atmosfera anaeróbia
- em meio de transporte anaeróbio. £ 1 horas - Temperatura Ambiente.
£ 2 horas - Temperatura Ambiente.
Modificado de Isenberg, H.D. Clinical Microbiology Procedures Handbook.
American Society for Microbiology, Washington, D.C., 1997.

REFERÊNCIAS
1. Miller, J. Michael. 1997. A guide to specimen management in clinical microbiology..
American Society for Microbiology, Washington, D.C.
2. Isenberg, H.D. 1997. Clinical Microbiology Procedures Handbook.